Главная Обратная связь

Дисциплины:






Експериментальна інфекція



При проведенні мікробіологічної діагностики інфекційних хвороб у бактеріологічних і вірусологічних лабораторіях часто вдаються до зараження піддослідних тварин (біологічний спосіб). Зараження тварин проводять із метою виділення чистих культур патогенних мікроорганізмів, які повільно або зовсім не ростуть на живильних середовищах. Часто цим способом користуються для виділення збудника з досліджуваного матеріалу, який сильно забруднений іншими мікробами (наприклад, при виділенні паличок чуми із трупів людей і тварин). Так виділяють стрептококи з мокротиння, туберкульозні палички з осаду сечі та ін.
Експериментальне зараження тварин використовують також для відтворення інфекційного захворювання на біологічній моделі тоді, коли збудник захворювання невідомий, для вивчення факторів вірулентності, дії токсинів, визначенні мінімальних смертельних доз виділених чистих культур. За його допомогою вивчають ефективність лікувальної дії антибіотиків та інших хіміотерапевтичних препаратів. Відтворення експериментальної інфекції має важливе значення для оцінки якості живих вакцин, ефективності імунологічних препаратів.
З цією метою найчастіше використовують таких лабораторних тварин, як кроликів, гвінейських свинок, білих щурів й мишей, рідше - котів, собак, голубів, хом’яків, мавп. Зараження тварин проводиться або природним шляхом через дихальні шляхи та рот або штучним способом через ін’єкції. Розроблені й широко апробовані такі способи зараження тварин:
1.Нашкірний - втирають заразний матеріал у поверхню шкіри, позбавленої шерсті. Шкіра може бути неушкоджена або скарифікована. Скарифікацію (насічки) проводять скальпелем або пером для віспощеплення. Цей метод використовують для діагностики чуми.
2.Внутрішньошкірний - матеріал або токсин вводять безпосередньо в шкіру для вивчення дермонекротичної дії або постановки алергічних проб (рис. 6.8).
3.Підшкірний - досліджуваний матеріал, чисту культуру або екзотоксин вводять під шкіру кроликам (із внутрішнього боку стегна), гвінейським свинкам (у зоні живота), білим мишам (у поперековій ділянці або біля кореня хвоста). Цей метод найбільш поширений у лабораторній практиці (рис. 6.9).
4.Внутрішньоочеревинний - чиста культура або досліджуваний матеріал вводять у черевну порожнину в ділянці лівої нижньої третини живота (рис. 6.10). Тварину тримають вниз головою, щоб запобігти ушкодженню кишечника.
5.Внутрішньовенний - матеріал вводять у кров’яне русло шляхом ін’єкції його у вену. У кроликів для цього використовують крайові вени вуха (рис. 6.11). Після видалення шерсті вухо затискають в його основі для кращого наповнення вен кров’ю, голку в вену вводять під гострим кутом. У мишей і щурів ін’єкції проводять у хвостові вени. Перед введенням хвіст опускають у стакан із гарячою водою (50°С), після чого вени набрякають і добре проглядаються через шкіру. Цей спосіб найчастіше використовують для титрування екзотоксинів (визначення DLM, LD50).
6.Інтрацеребральний (або субдуральний) - матеріал вводять через тім’ячко мишей-сисунків безпосередньо в мозок або під тверду мозкову оболонку. Метод використовують для діагностики вірусних енцефалітів, поліомієліту, геморагічних гарячок та ін.
Значно рідше заражають тварин через носові ходи краплями досліджуваного матеріалу від грипозних хворих; через рот - для вивчення дії ентеротоксинів збудників харчових токсикоінфекцій; в рогівку ока морських свинок - для постановки кератокон’юнктивальної проби при діагностиці дизентерії; в шлуночки серця - при відтворенні анафілактичного шоку.

 





sdamzavas.net - 2020 год. Все права принадлежат их авторам! В случае нарушение авторского права, обращайтесь по форме обратной связи...